1590년, 네덜란드 얀센, 최초의 원시 현미경 1610년, 이탈리아 갈릴레오, 대물렌즈, 접안렌즈 및 관을 갖춘 복합현미경 1611, 케플러, 현미경의 기본 원리 1625년 파브르는 현미경이라는 용어를 제안했습니다. 1665년 영국의 로버트. Hooke는 140배 확대할 수 있는 현미경을 만들었습니다. 1674년 네덜란드의 안토니오. 팬. Leeuwenhoek, 270배율 현미경 1684년, 네덜란드 호이겐스, 이중 렌즈 접안렌즈 - 호이겐스 접안렌즈 19세기 중반, 에른스트. 아베는 현미경의 완벽한 이론을 제안했다 1902년, 아이브스, 현대 쌍안경 1930년대 최초의 전자현미경 탄생

해상도: 두 개의 유사한 지점을 구별할 수 있는 최소 거리(해상도가 높을수록 현미경의 이미징 능력이 강해집니다) 현미경의 이미징 성능을 측정하는 주요 지표 계산식: α: 대물 렌즈에 대한 시료 개방 각도의 절반 각도, λ: 조명원의 파장 n: 콘덴서와 대물렌즈 사이의 매질의 굴절률(공기는 약 1, 유침렌즈의 렌즈오일은 1.3~1.5, 삼나무오일은 1.5)

미세구조(Microscopic Structure) 일반 광학현미경의 분해능은 0.2μm 정도이며, 세포핵, 염색체, 엽록체 광학현미경의 분해능 수준을 넘어서는 세포 구조를 총칭하여 초미세구조(ultrastructure)와 초미세구조(submicroscopic) 구조라고 합니다.

배율: 최대 배율 = 육안 해상도 / 광학현미경 해상도 = ~100μm / ~0.2μm ~500배 위의 배율을 초과하면 해상도가 증가하지 않으며 무한 배율로 간주됩니다.

표본 준비 기술

샘플 제작 과정

위상차 현미경: 원리: 빛의 회절 및 간섭 효과를 사용하여 시료의 서로 다른 영역을 통과하는 광파의 광학 경로차(위상차)는 이는 진폭 차이(빛과 어둠의 차이)로 바뀌어 살아있는 세포의 다양한 구조 사이에 명확하게 보이는 빛과 어둠의 대비를 만듭니다. 특수 구조: 환형 조리개, 위상판; 목적: 무색투명한 살아있는 세포구조 관찰

암시야 현미경: 원리: 산란광 이미징, 특징: 고해상도, 단점: 물체의 윤곽만 관찰할 수 있으며 내부 세포 구조를 구별할 수 없습니다.

형광 현미경 - 대비가 강한 컬러 이미지 원리: 물체에 자외선을 조사하여 물체에 있는 형광 물질이 형광을 방출하도록 합니다. 목적: 조직 세포 내 형광 표지 물질에 대한 정성적, 정량적, 국소적 연구, 절편 관찰 또는 살아있는 세포 내 분자의 실시간 관찰 특징: 광원은 직접 조명하지 않지만 에너지를 여기하므로 두 개의 특수 필터가 필요합니다.

공초점 레이저 스캐닝 현미경 - 광학 현미경 해상도의 이론적인 가치에 도달하는 고화질 컬러 3차원 이미지 목적: 세포 또는 조직 평면의 비손상 광학 절편 - 세포 CT

초고해상도 광학 현미경 초고해상도 현미경 기술, 장점: 비접촉, 손상 없음, 관찰 가능한 내부 구조, 살아있는 세포 또는 조직, 깊은 내부 3차원 구조 이미징

도립현미경 - 생체 내 관찰

의학에서 편광 현미경은 뼈, 치아, 콜레스테롤, 신경 섬유, 종양 세포, 줄무늬 근육, 모발 등을 식별하는 데 사용됩니다. 세포의 단백질 섬유, 스핀들, 콜라겐, 염색체 등도 복굴절을 가지고 있습니다.

미분 간섭 대비 현미경은 구조의 3차원 이미지를 표시할 수 있습니다.

전자 현미경

고형 조직에서: 기계적 분산, 효소적 가수분해, 레이저 포착 현미해부 기술

액체 환경에서: 원심분리, 유세포분석, 세포 전기영동, 면역자기 비드법

정의

분류

상태

특징

악성 종양 조직에서 유래된 세포는 다음과 같이 시험관 내에서 복제 및 계대될 수 있습니다.

세포주 균일성을 더욱 향상시키기 위해 세포 클로닝을 사용합니다. 즉, 단일 세포를 분리하고 증식시켜 세포 집단을 형성합니다.

세포혼성화(cell hybridization)라고도 하며, 두 개 이상의 세포가 하나의 세포를 합성하는 과정을 말한다.

분리 단계: ① 조직에서 세포를 분리하려면 기계적 분리 또는 소화를 사용할 수 있습니다. ② 단일 유형의 세포를 분리하고 정제하려면 일반적으로 밀도 구배 원심분리 또는 유세포 분석법을 사용합니다. ③ 세포를 파쇄하고 세포 균질액을 준비합니다. ④ 실험 목적에 따라 특정 세포 성분이나 세포소기관을 분리, 정제하는 방법을 다양하게 사용할 수 있습니다.

1. 균질화 방법: 큰 시료 처리 능력, 고효율, 빠른 속도, 생물학적 고분자에 대한 손상 감소 2. 화학적 용해 방법 : 계면활성제(SDS, TritonX-100 등), 킬레이트제(EDTA 등), 지용성 용매(아세톤, 클로로포름, 톨루엔) 등의 화학 시약을 사용하여 세포막을 용해합니다. 3. 반복 냉동 및 해동 방법: 세포질 주변과 세포막 가까이에 존재하는 세포 내 생성물을 방출하는 것이 더 효과적입니다. 4. 초음파 파쇄방법

차등 원심분리: 원심분리 속도와 시간을 지속적으로 증가시킵니다. 밀도 구배 원심분리: 매체(염화세슘, 수크로스, 폴리수크로스 용액)를 사용하여 원심분리 튜브에서 연속 또는 불연속 밀도 구배를 형성합니다.

크로마토그래피를 사용하여 단백질을 정제하고, 전기영동을 사용하여 단백질을 분석하고 식별합니다.

차등 원심분리 침전은 핵산 분리 및 정제의 주요 방법이고, 겔 전기영동은 핵산 식별의 주요 방법입니다.

주요공정